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MOLECULAR AND IMMUNOLOGICAL TOOLS FOR THE EVALUATION OF THE CELLULAR IMMUNE RESPONSE IN THE NEOTROPICAL MONKEY SAIMIRI SCIUREUS, A NON-HUMAN PRIMATE MODEL FOR MALARIA RESEARCH
Autor(es)
Afiliação
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Pesquisa em Malária. Rio de Janeiro, RJ, Brasil / Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa, Diagnóstico e Treinamento em Malária (CPD-Mal). Rio de Janeiro, RJ, Brasil / Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância Sanitária. Centro de Pesquisa para Malária na Região Extra-Amazônica. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Pesquisa em Malária. Rio de Janeiro, RJ, Brasil / Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa, Diagnóstico e Treinamento em Malária (CPD-Mal). Rio de Janeiro, RJ, Brasil / Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância Sanitária. Centro de Pesquisa para Malária na Região Extra-Amazônica. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Pesquisa em Malária. Rio de Janeiro, RJ, Brasil / Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa, Diagnóstico e Treinamento em Malária (CPD-Mal). Rio de Janeiro, RJ, Brasil / Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância Sanitária. Centro de Pesquisa para Malária na Região Extra-Amazônica. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Pesquisa em Malária. Rio de Janeiro, RJ, Brasil / Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa, Diagnóstico e Treinamento em Malária (CPD-Mal). Rio de Janeiro, RJ, Brasil / Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância Sanitária. Centro de Pesquisa para Malária na Região Extra-Amazônica. Rio de Janeiro, RJ, Brasil / Sanofi Pasteur. Research Department. Lyon, France.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Pesquisa em Malária. Rio de Janeiro, RJ, Brasil / Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa, Diagnóstico e Treinamento em Malária (CPD-Mal). Rio de Janeiro, RJ, Brasil / Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância Sanitária. Centro de Pesquisa para Malária na Região Extra-Amazônica. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Pesquisa em Malária. Rio de Janeiro, RJ, Brasil / Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa, Diagnóstico e Treinamento em Malária (CPD-Mal). Rio de Janeiro, RJ, Brasil / Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância Sanitária. Centro de Pesquisa para Malária na Região Extra-Amazônica. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Pesquisa em Malária. Rio de Janeiro, RJ, Brasil / Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa, Diagnóstico e Treinamento em Malária (CPD-Mal). Rio de Janeiro, RJ, Brasil / Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância Sanitária. Centro de Pesquisa para Malária na Região Extra-Amazônica. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Pesquisa em Malária. Rio de Janeiro, RJ, Brasil / Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa, Diagnóstico e Treinamento em Malária (CPD-Mal). Rio de Janeiro, RJ, Brasil / Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância Sanitária. Centro de Pesquisa para Malária na Região Extra-Amazônica. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Pesquisa em Malária. Rio de Janeiro, RJ, Brasil / Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa, Diagnóstico e Treinamento em Malária (CPD-Mal). Rio de Janeiro, RJ, Brasil / Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância Sanitária. Centro de Pesquisa para Malária na Região Extra-Amazônica. Rio de Janeiro, RJ, Brasil / Sanofi Pasteur. Research Department. Lyon, France.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Pesquisa em Malária. Rio de Janeiro, RJ, Brasil / Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa, Diagnóstico e Treinamento em Malária (CPD-Mal). Rio de Janeiro, RJ, Brasil / Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância Sanitária. Centro de Pesquisa para Malária na Região Extra-Amazônica. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Pesquisa em Malária. Rio de Janeiro, RJ, Brasil / Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa, Diagnóstico e Treinamento em Malária (CPD-Mal). Rio de Janeiro, RJ, Brasil / Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância Sanitária. Centro de Pesquisa para Malária na Região Extra-Amazônica. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Resumo em Inglês
Background: The neotropical, non-human primates (NHP) of the genus Saimiri and Aotus are recommended by the
World Health Organization as experimental models for the study of human malaria because these animals can be infected
with the same Plasmodium that cause malaria in humans. However, one limitation is the lack of immunological
tools to assess the immune response in these models. The present study focuses on the development and comparative
use of molecular and immunological methods to evaluate the cellular immune response in Saimiri sciureus.
Methods: Blood samples were obtained from nineteen uninfected Saimiri. Peripheral blood mononuclear cells (PBMC)
from these animals and splenocytes from one splenectomized animal were cultured for 6, 12, 18, 24, 48, 72 and 96 hrs in
the presence of phorbol-12-myristate-13-acetate and ionomycin. The cytokine levels in the supernatant were detected
using human and NHP cytometric bead array Th1/Th2 cytokine kits, the Bio-Plex Pro Human Cytokine Th1/Th2
Assay, enzyme-linked immunosorbent assay, enzyme-linked immunospot assays and intracellular cytokine secretion assays.
Cytokine gene expression was examined through TaqMan® Gene Expression Real-Time PCR using predesigned human
gene-specific primers and probes or primers and probes designed based on published S. sciureus cytokine sequences.
Results: The use of five assays based on monoclonal antibodies specific for human cytokines facilitated the detection of
IL-2, IL-4 and/or IFN-γ. TaqMan array plates facilitated the detection of 12 of the 28 cytokines assayed. However, only seven
cytokines (IL-1A, IL-2, IL-10, IL-12B, IL-17, IFN-β, and TNF) presented relative expression levels of at least 70% of the gene
expression observed in human PBMC. The use of primers and probes specific for S. sciureus cytokines facilitated
the detection of transcripts that showed relative expression below the threshold of 70%. The most efficient
evaluation of cytokine gene expression, in PBMC and splenocytes, was observed after 6–12 hrs of culture, except for LTA
in PBMC, whose expression was best analysed after 24 hrs of culture.
Conclusions: Real-time PCR facilitates the analysis of a large number of cytokines altered during malaria infection, and
this technique is considered the best tool for the evaluation of the cellular immune response in S. sciureus.
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